Pracownia Terapeutycznych Kwasów Nukleinowych

W Pracowni Terapeutycznych Kwasów Nukleinowych Pracowni zajmujemy się syntezą modyfikowanych nukleozydów, nukleotydów i oligonukleotydów, jako modeli do zaawansowanych badań fizyko-chemicznych, strukturalnych i biologicznych. Badania koncentrują się wykorzystaniu modyfikowanych oligonukleotydów RNA do analizy zależności struktura-funkcja biologiczna transferowych RNA oraz do identyfikacji szlaków biosyntezy modyfikowanych nukleozydów występujących w naturalnych kwasach nukleinowych. Modele DNA modyfikowane klastrami boru stanowią platformę do syntezy funkcjonalnych nanostruktur o potencjalnym zastosowaniu w leczeniu raka i chorób cywilizacyjnych.  Poszukujemy aktywnych terapeutycznych kwasów nukleinowych, wykazujących właściwości inhibitorów ekspresji genów (oligonukleotydy antysensowe, siRNA) lub inhibitorów aktywności enzymów białkowych  (aptamery).  Prowadzimy badania nad syntezą i funkcją analogów nukleotydów biorących udział w procesach metabolicznych komórki (trifosforanów nukleozydów, dinukleozydo-polifosforanów). Interesuje nas również funkcja białek oddziałujących z kwasami nukleinowymi, zaangażowanych w biosyntezę modyfikowanych nukleozydów występujących w tRNA, oraz białek z rodziny HIT oddziałujących z nukleotydowymi cząsteczkami sygnałowymi.

Damian Kaniowski, Katarzyna Ebenryter-Olbinska, Katarzyna Kulik, Slawomir Janczak, Anna Maciaszek, Katarzyna Bednarska-Szczepaniak,
Barbara Nawrot and Zbigniew Lesnikowski: Boron clusters as a platform for new materials: composites of nucleic acids and oligofunctionalized carboranes (C2B10H12) and their assembly into functional nanoparticles.

  • Modyfikacje w transferowych kwasach rybonukleinowych (dr Małgorzata Sierant, dr Katarzyna Kulik, dr Ewa Radzikowska-Cieciura, mgr Patrycja Szczupak).

Od kilku lat obiektem naszych zainteresowań są modyfikacje chemiczne nukleozydów znajdujące się w tzw. „pozycji wahadłowej” antykodonu w transportującym kwasie rybonukleinowym (tRNA). Nukleozydy występujące w tej pozycji pełnią niezwykle istotną rolę w prawidłowym odczycie informacji genetycznej w procesie biosyntezy białka. W szczególności interesują nas 5-podstawione 2-tiourydyny (R5S2U), występujące tylko w trzech rodzajach tRNA: specyficznych dla lizyny, kwasu glutaminowego czy glutaminy (tRNALys, tRNAGlu i tRNAGln). W badaniach realizowanych wspólnie z zespołem Prof. Elżbiety Sochackiej, odkryliśmy, że w warunkach stresu oksydacyjnego in vitro 2-tiourydyna ulega desulfuracji, tzn. usunięciu atomu siarki z cząsteczki, a produktami tej reakcji są urydyna (U) i nukleozyd 4-pirymidynonu (H2U), w którym nie ma już atomu siarki, a układ donorów i akceptorów jest odmienny od urydyny i 2-tiourydyny. Produkty reakcji desulfuracji 2-tiourydyny można potraktować jako uszkodzenie tRNA, ponieważ nie może prawidłowo pełnić swojej funkcji. Obecnie pracujemy nad wyjaśnieniem czy omawiany proces desulfuracji 2-tiourydyny występuje również w warunkach naturalnych, w komórkach eukariotycznych poddanych stresowi oksydacyjnemu.

Niedawno w naszym Zespole został odkryty mechanizm transformacji 2-tiourydyny (S2U) do 2-selenourydyny (Se2U) w łańcuchu RNA. Wykazaliśmy, że w pierwszym etapie S2U jest przekształcana w S-geranylo-2-tiourydynę stanowiącą związek pośredni w syntezie Se2U (Schemat poniżej). Oba te procesy są katalizowane przez bakteryjny enzym tRNA 2-selenourydyno syntazę (SelU). Obecnie prowadzimy badania, których celem jest wyjaśnienie na poziome molekularnym funkcji selenu w nukleozydach występujących w pozycji wahadłowej transferowego RNA.

Odkryty przez nas mechanizm transformacji 2-tiouryduno-tRNA do 2-selenourydyno-tRNA opublikowany został w roku 2018 w czasopiśmie FEBS Letters (Sierant et al. FEBS Lett. 592(13), 2248-2258, 2018).

  • Koniugaty oligonukleotydów DNA z klastrami boru jako fragmenty budulcowe w syntezie terapeutycznych nanocząsteczek i nowych materiałów dla bionanotechnologii (dr Katarzyna Ebenryter-Olbińska, mgr Damian Kaniowski)

W ramach konsorcjum z Instytutem Biologii Medycznej PAN w Łodzi (zespół Prof. dr hab. Zbigniewa Leśnikowskiego) prowadzimy badania nad wytworzeniem nowych kompozytów bioorganicznych składających się z kwasów nukleinowych (DNA) oraz klasterów boru, zbadaniem ich właściwości fizykochemicznych oraz wykorzystaniem jako bloków budulcowych do tworzenia nanostruktur.

W ramach prowadzonych badań zajmujemy się m.in. syntezą modyfikowanych i niemodyfikowanych terapeutycznych oligonukleotydów antysensowych (ASO) skierowanych na gen receptora EGF, ich post-syntetyczną modyfikacją resztami karboranylowymi (o-karboranami i metalokarboranami) oraz charakterystyką spektralną uzyskanych związków (HPLC, MS, UV, CD). Realizacja projektu wymaga również prowadzenia syntez oligopodalnych bloków budulcowych (DNA-oligopodów/ oligofunkcjonalizowanych klasterów boru) metodą „na fazie stałej”, fizykochemicznej i biochemicznej charakterystyki otrzymanych oligopodalnych bloków budulcowych oraz badania ich zdolności do tworzenia struktur 2D i 3D, a także topologii tych struktur (AFM, Cryo-TEM). Istotny element realizowanego projektu stanowią badania biologiczne (m.in. ocena poziomu egzo- i endogennego białka EGFR w liniach nowotworowych, ocena cytotoksyczności, zmian proliferacyjnych, stabilności nukleolitycznej, stresu oksydacyjnego) przeprowadzane dla uzyskiwanych związków oraz nanostruktur.

  • Krystalografia Biomolekuł (dr inż. Rafał Dolot)

Badania obejmują krystalizację, pomiary dyfraktometryczne monokryształów oraz rozwiązanie i udokładnienie otrzymanych struktur kwasów nukleinowych i oligonukleotydów, białek (głownie niałek z rodziny HIT) i ich kompleksów z wybranymi ligandami (modyfikowany aptamer trombiny skompleksowany z trombiną, białko FHIT z niehydrolizowanym analogiem Ap4A) oraz związków niskocząsteczkowych, np. pochodnych nukleozydów i nukleotydów oraz innych związków biologicznie aktywnych, m.in. potencjalnych leków. Poznanie pełnej struktury badanych cząsteczek oraz sposobu oddziaływań międzycząsteczkowych pozwala na określenie np. mechanizmu działania leków, czy mechanizmów aktywności enzymatycznej wybranych białek. W naszym Instytucie istnieje możliwość prowadzenia eksperymentów dyfrakcyjnych z wykorzystaniem promieniowania synchrotronowego na synchrotronach DESY (Hamburg, Niemcy) i BESSY (Berlin, Niemcy). Obecnie na terenie CBMiM trwają przygotowania do otwarcia pracowni dyfraktometrycznej wyposażonej w rentgenowski dyfraktometr monokrystaliczny i dyfraktometr proszkowy.

  • Badania funkcji białek z rodziny HIT (białka triady histydynowej) w metabolizmie oligonukleotydów tiofosforanowych (dr hab. Agnieszka Krakowiak).

W ramach tego tematu wyjaśniony został mechanizm apoptozy indukowanej przez białko Fhit przy użyciu niehydrolizowalnych analogów Ap4A (oryginalnie zaprojektowanych i zsyntezowanych w naszym Dziale) i będących inhibitorami własności enzymatycznych badanego białka (Krakowiak et al., Biol.Med.Chem. 11 (2011) 5053). Ponadto, odkryto nowy region oddziaływania pomiędzy białkiem Fhit a substratem/analogiem substratu (Krakowiak et al. FEBS Lett. 591 (2017), 548).

W badaniach dotyczących fosforoamidazy Hint1 określono, jaka jest stereochemia hydrolizy wiązania P-N w pochodnych nukleozydowych amidotiofosforanów (Krakowiak et al. Chem.Comm. 2007, 2163). Ponadto, stwierdzono że Hint1 wykazuje także właściwości desulfurazy 5’-O-tiofosforanów nukleozydów i odkryto, że w tej reakcji wydziela się siarkowodór (Ozga et al. J.Biol.Chem. 285 (2010), 40809), o którym wiadomo że w warunkach fizjologicznych ma znaczenie w etiologii wielu chorób (np. nadciśnienie, choroba Alzheimera). Dalsze badania wykazały, że powyższa reakcja desulfuracji z udziałem enzymu Hint1 zachodzi również wewnątrz komórek (Rysunek poniżej, Krakowiak et al. BBA, 1840 (2014) 3357; Krakowiak et al., Biochem.Pharm. 163 (2019) 250), co może mieć znaczenie zarówno w terapii antysensowej z zastosowaniem tiofosforanowych analogów oligonukleotydów, jak również w możliwym zastosowaniu tiofosforanowych analogów nukleozydów jako donorów H2S w leczeniu pewnych chorób.

 

  1. J. Guerra, A.-L. Valadao, D. Vlachakis, K. Polak, I. K. Vila, C. Taffoni, T. Prabakaran, A. S. Marriott, R. Kaczmarek, A. Houel, B. Auzemery, S. Déjardin, P. Boudinot, B. Nawrot, N. J. Jones, S. R. Paludan, S. Kossida, C. Langevin, N. Laguette, Lysyl-tRNA synthetase produces diadenosine tetraphosphate to curb STING-dependent inflammation. Science Advances 2020, 6, eaax3333.
  2. Leszczynska G, Cypryk M, Gostynski B, Sadowska K, Herman P, Bujacz G, Lodyga-Chruscinska E, Sochacka E, Nawrot B. C5-Substituted 2-Selenouridines Ensure Efficient Base Pairing with Guanosine; Consequences for Reading the NNG-3′ Synonymous mRNA Codons. Int J Mol Sci. 2020;21(8):2882.
  3. Kaniowski D, Kulik K, Ebenryter-Olbińska K, Wielgus E, Leśnikowski Z, Nawrot B. Metallacarborane Complex Boosts the Rate of DNA Oligonucleotide Hydrolysis in the Reaction Catalyzed by Snake Venom Phosphodiesterase. Biomolecules. 2020;10(5):E718.
  4. Kaniowski D; Ebenryter-Olbinska K; Katarzyna K; Janczak S, Maciaszek A, Bednarska-Szczepaniak K, Nawrot B, Lesnikowski Z. Boron clusters as a platform for new materials: composites of nucleic acids and oligofunctionalized carboranes (C2B10H12) and their assembly into functional nanoparticles. Nanoscale 2020, 12 (1), 103-114.
  5. Kaleta B, Górski A, Zagożdżon R, Cieślak M, Kaźmierczak-Barańska J, Nawrot B, Klimaszewska M, Malinowska E, Górska S, Turło J. Selenium-containing polysaccharides from Lentinula edodes-Biological activity. Carbohydr Polym. 2019, 223:115078.
  6. A. Krakowiak, D. Piotrzkowska, B. Kocon-Rebowska, R. Kaczmarek, A. Maciaszek: The role of the Hint1 protein in the metabolism of phosphorothioate oligonucleotides drugs and prodrugs, and the release of H2S under cellular conditions. Biochem. Pharm. 2019. 163: 250-259. (IF 4.235)
  7. Rozga-Wijas, K; Sierant, M; Wielgus, E; B.J. Miksa: Polyhedral octasilsesquioxanes labelled with the photosensitive cationic phenosafranin dye as a new nanocarrier for therapy and cellular imaging. Dyes and Pigments, 2019, 161: 261-266. (IF 4.018)
  8. Sierant M, Leszczynska G, Sadowska K, Komar P, Radzikowska-Cieciura E, Sochacka E, Nawrot B. Escherichia coli tRNA 2-selenouridine synthase (SelU) converts S2U-RNA to Se2U-RNA via S-geranylated-intermediate. FEBS Lett. 2018, 592(13): 2248-2258. (IF 3.386, MNiSW=30)
  9. Olejniczak AB, Nawrot B, Leśnikowski ZJ. DNA Modified with Boron⁻Metal Cluster Complexes [M(C2B9H(11))2] -Synthesis, Properties and Applications. Int. J. Mol. Sci. 2018, 19(11): 3501. (IF 4.183)
  10. Fraczek T, Kaminski R, Krakowiak A, Naessens E, Verhasselt B, PanethP. ” Diaryl ethers with carboxymethoxyphenacy l motif as potent HIV-1 reverse transcriptase inhibitors with improved solubility” J. Enzyme Inhib. Med. Chem. 2018, 33: 9-16. (IF 4.293)
  11. M. Sierant, K. Kulik, E. Sochacka, R. Szewczyk, M. Sobczak, B. Nawrot: Cytochrome c Catalyzes the Hydrogen Peroxide-Assisted Oxidative Desulfuration of 2-Thiouridines in Transfer RNAs; ChemBiochem. 2018, 19(7): 687-695. (IF 2.593)
  12. Dolot R, Lam CH, Sierant M, Zhao Q, Liu FW, Nawrot B, Egli M, Yang X. Crystal structures of thrombin in complex with chemically modified thrombin DNA aptamers reveal the origins of enhanced affinity. Nucleic Acids Res. 2018, 46(9): 4819-4830. (IF 11.147)
  13. Leszczynska G, Sadowska K, Sierant M, Sobczak M, Nawrot B, Sochacka E. Reaction of S-geranyl-2-thiouracil modified oligonucleotides with alkyl amines leads to the N2-alkyl isocytosine derivatives. Org. Biomol. Chem. 2017, 15(25): 5332-5336. (IF 3.49)
  14. Sochacka E, Lodyga-Chruscinska E, Pawlak J, Cypryk M, Bartos P, Ebenryter-Olbinska K, Leszczynska G, Nawrot B. C5-substituents of uridines and 2-thiouridines present at the wobble position of tRNA determine the formation of their keto-enol or zwitterionic forms – a factor important for accuracy of reading of guanosine at the 3΄-end of the mRNA codons. Nucleic Acids Res. 2017, 45(8): 4825-4836. (IF 11.147)
  15. K. Ebenryter-Olbińska, D. Kaniowski, M. Sobczak, B. Wojtczak, S. Janczak, E. Wielgus, B. Nawrot, Z. J. Leśnikowski: Versatile method for the site-specific modification of DNA with boron clusters: anti-epidermal Growth Factor Receptor (EGFR) antisense oligonucleotide case. Chem-Eur J. 2017; 23:(65): 16535-16546. (IF 5.16)
  16. Kaniowski, D. ; Ebenryter-Olbińska, K.; Sobczak, M.; Wojtczak, B.; Janczak, S.; Leśnikowski, Z. J., and Nawrot, B. High boron-loaded DNA-oligomers as potential boron neutron capture therapy and antisense oligonucleotide dual-action anticancer agents. Molecules. 2017; 22:(9): E1393. (IF 3.06)
  17. Dolot R, Sobczak M, Mikołajczyk B, Nawrot B. Synthesis, crystallization and preliminary crystallographic analysis of a 52-nucleotide DNA/2′-OMe-RNA oligomer mimicking 10-23 DNAzyme in the complex with a substrate. Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2017, 36(4): 292-301. doi: 10.1080/15257770.2016.1276291.
  18. A. Krakowiak, B. Kocoń-Rębowska, R. Dolot, D. Piotrzkowska: New interactions between tumor suppressor Fhit protein and a non-hydrolyzable analog of its AP4A substrate. FEBS Letters, 2017, 591: 548-559. (IF 3.386, MNiSW=30).
  19. R. Dolot, R. Kaczmarek, A. Sęda, A. Krakowiak, J. Baraniak, B. Nawrot: Crystallographic studies of the complex of human HINT1 protein with a non-hydrolyzable analog of Ap4A. Int. J. Biol. Macromol. 2016, 87: 62-69. (Q2, IF=4.784, MNiSW(A)=25)
  20. R. Pawlowska, D. Korczynski, B. Nawrot, W. J. Stec, A. Chworos: The alpha-thio and/or bet-gamma-hypophosphate analogs of ATP as cofactors of T4 DNA ligase. Bioorganic Chem. 2016, 67: 110-115. (Q2, IF=2.252, MNiSW(A)=20)
  21. M. Duechler, G. Leszczyńska, E. Sochacka, B. Nawrot: Nucleoside modifications in the regulation of gene expression: focus on tRNA. Cell Mol. Life Sci. 2016, 73: 3075–3095 (Q1, IF=5.694 MNiSW(A)=40)
  22. G. Leszczynska, K. Sadowska, P. Bartos, B. Nawrot, E. Sochacka: S-Geranylated 2-Thiouridines of Bacterial tRNAs: Chemical Synthesis and Physicochemical Properties. Eur. J. Org. Chem. 2016, 3482–3485. (Q2, IF=3.068, MNiSW(A)=35)
  23. N. D. Abeydeera, M. Egli, N. Cox, K. Mercier, J. N. Conde, P. S. Pallan, D. M. Mizurini, M. Sierant, F.-E. Hibti, T. Hassell, T. Wang, F.-Wu Liu, H.-Min Liu, C. Martinez, A. K. Sood, T. P. Lybrand, Ch. Frydman, R. Q. Monteiro, R. H. Gomer, B. Nawrot, Xianbin Yang: Evoking picomolar binding in RNA by a single phosphorodithioate linkage. Nucleic Acids Res. 2016, 44: 8052-8064 (Q1, IF=9.202, MNiSW(A)=40)
  24. R. Kaczmarek, A. Krakowiak, D. Korczyński, J. Baraniak, B. Nawrot: Phosphorothioate analogs of P1,P3-di(nucleosid-50-yl) triphosphates: Synthesis, assignment of the absolute configuration at P-atoms and P-stereodependent recognition by Fhit hydrolase. Bioorg. Med. Chem. 2016, 24: 5068-5075 (Q2, IF=2.923, MNiSW(A)=30)
  25. M. Sierant, G. Leszczynska, K. Sadowska, A. Dziergowska, M. Rozanski, E. Sochacka. B. Nawrot: S-Geranyl-2-thiouridine wobble nucleosides of bacterial tRNAs; chemical and enzymatic synthesis of S-geranylated-RNAs and their physicochemical characterization. Nucleic Acids Res. 2016, (Q1, IF=9.202, MNiSW(A)=40)
  26. T. Frączek, A. Paneth, R. Kamiński, A. Krakowiak, P. Paneth: Searching for novel scaffold of triazole non-nucleoside inhibitors of HIV-1 reverse transcriptase. J. Enzyme Inhib. Med. Chem. 2016, 31: 481-489. (IF 4.29, MNiSW – 25)
  27. E. Sochacka, R. H. Szczepanowski, M. Cypryk, M. Sobczak, M. Janicka, K. Kraszewska, P. Bartos, A. Chwialkowska, B. Nawrot: 2-Thiouracil deprived of thiocarbonylfunction preferentially base pairs with guanine rather than adenine in RNA and DNA duplexes. Nucleic Acids Res. 2015, 43(5): 2499–2512.
  28. A. Tomaszewska-Antczak, P. Guga, B. Nawrot, G. Pratviel: Guanosine in a Single Stranded Region of Anticodon Stem–Loop tRNA Models is Prone to Oxidatively Generated Damage Resulting in Dehydroguanidinohydantoin and Spiroiminodihydantoin Lesions. Chem. Eur. J. 2015, 21: 1–6.
  29. M. Sierant, D. Piotrzkowska, B. Nawrot: RNAi mediated silencing of cyclin-dependent kinases of G1 phase slows down the cell-cycle progression and reduces apoptosis. Acta Neurobiol. Exp. 2015, 75: 1–12
  30. N. Dyubankova, E. Sochacka, K. Kraszewska, B. Nawrot, P. Herdewijna, E. Lescrinier: Contribution of dihydrouridine in folding of the D-arm in tRNA. Org. Biomol. Chem. 2015, 13(17): 4960-6.
  31. Maciaszek A., Krakowiak A., Janicka M., Tomaszewska-Antczak A., Sobczak M., Mikołajczyk B., Guga P.: LNA units present in the (2′-OMe)-RNA strand stabilize parallel duplexes (2′-OMe)-RNA/[All-RP-PS]-DNA and parallel triplexes (2′-OMe)-RNA/[All-RP-PS]-DNA/RNA. An improved tool for the inhibition of reverse transcription. Org. Biomol. Chem. 13:2375-84 (2015). (IF=3.56).
  32. J. Baraniak, A. Pietkiewicz, R. Kaczmarek, E. Radzikowska, K. Kulik, K. Krolewska, M. Cieslak, A. Krakowiak, B. Nawrot. N-Acyl-phosphoramidates as potential novel form of gemcitabine prodrugs. Bioorg. Med. Chem, 2014, 22: 2133–2140. (IF 2.978)
  33. S. Y. Wu, X. Yang, K. M. Gharpure, H. Hatakeyama, M. Egli, M. H. McGuire, A. S. Nagaraja, T. M. Miyake, R. Rupaimoole, C. V. Pecot, M. Taylor, S. Pradeep, M. Sierant, C. Rodriguez-Aguayo, H. J. Choi, R. A. Previs, G. N. Armaiz-Pena, Li Huang, C. Martinez, T. Hassell, C. Ivan, V. Sehgal, R. Singhania, H.-D. Han, C. Su, Ji Hoon Kim, H. J. Dalton, C. Kovvali, K. Keyomarsi, N. A. J. McMillan, W.illem W. Overwijk, Jinsong Liu, Ju-Seog Lee, Keith A. Baggerly, Gabriel Lopez-Berestein, Prahlad T. Ram, Barbara Nawrot, Anil K. Sood. 2’-OMe-phosphorodithioate-modified siRNAs show increased loading into the RISC complex and enhanced anti-tumour activity. Nature Communications, 2014, 5: 3459.
  34. P. Bartos, A. Maciaszek, A. Rosinska, E. Sochacka, B. Nawrot. Transformation of a wobble 2-thiouridine to 2-selenouridine through S-geranyl-2-thiouridine as a likely pathway in the cell. Bioorganic Chemistry, 2014, 56: 49-53.
  35. A. Rosinska, A. Maciaszek, P. Bartos, E. Sochacka, B. Nawrot. Chemical transformation of 2-thiouridine into 2-seleno-uridine via newly discovered S-geranyl-2-thiouridine. Proceedings Collection Symposium Series, 2014,14: 358-360.
  36. P. Bartos, L. Piotrowski, B. Nawrot, G. Pratviel, E. Sochacka. The possible pathway of oxone-mediated desulfuration of 2-thiouridine. Proceedings Collection Symposium Series, 2014,14: 163-166.
  37. A. Krakowiak, R. Pawłowska, B. Kocoń-Rębowska, R. Dolot, W.J. Stec: Interactions of cellular histidine triad nucleotide binding protein 1 with nucleosides 5′-O-monophosphorothioate and their derivatives — Implication for desulfuration process in the cell. Biochim. Biophys. Acta, 2014, 1840: 3357-3366. (IF 4.381).
  38. M. Sierant, Xianbin Yang, B. Nawrot: siRNA Analogs Containing Phosphorodithioate Substitutions. Phosphorus, Sulfur, and Silicon and the Related Elements 2013, 188(4): 427-436
  39. A. Kwiatkowska, M. Sobczak, B. Mikolajczyk, S. Janczak, A. B. Olejniczak, M. Sochacki, Z. J. Lesnikowski, B. Nawrot. siRNAs modified with boron cluster and their physicochemical and biological characterization. Bioconjugate Chem. 2013, 24: 1017-1026 (2013) (IF2012 4.580; 40 pkt)
  40. R. Dolot, A. Wlodarczyk, G. D. Bujacz, B. Nawrot. Expression, purification, crystallization and preliminary X-ray crystallographic analysis of human histidine triad nucleotide-binding protein 2(hHINT2). Acta Crystallographica F. 2013, 69: 783-787. (IF2012 0.552; 15 pkt)
  41. E. Sochacka, P. Bartos , K. Kraszewska, B. Nawrot. Desulfuration of 2-thiouridine with hydrogen peroxide in the physiological pH range 6.6-7.6 is pH-dependent and results in two distinct products. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2013, 23: 5803-5805. (IF2012 2.427; 30 pkt)
  42. M. Sobczak, T. Johansson, M. Bulkowski, M. Sochacki, G. Lavén, B. Mikolaczyk, J. Stawinski, B. Nawrot: DNA oligonucleotides with stereodefined phenylphosphonate and phosphonothioate internucleotide bonds: synthesis and physico-chemical properties. Arkivoc 2012, (iv): 63-79. (IF 1.096)
  43. Xianbin Yang, M. Sierant, M. Janicka, L. Peczek, C. Martinez, T. Hassell, Na Li, Xi Li, T. Wang, B. Nawrot : Gene silencing activity of siRNA molecules containing phosphorodithioate substitutions. ACS Chem. Biol. 2012, 7: 1214-1220. (IF 6.446)
  44. A. Tomaszewska, S. Mourgues, P. Guga, B. Nawrot, G. Pratviel: A single nuclease-resistant linkage in DNA as a versatile method for the characterization of DNA lesions: application to the guanine oxidative lesion “G+34” generated by metalloporphyrin/KHSO5 reagent. Chem. Res. Toxicol. 2012, 25: 2505-2512. (IF 3.799)
  45. R. Dolot, M. Ozga, A. Włodarczyk, A. Krakowiak, B. Nawrot: A new form of human histidine triad nucleotide-binding protein 1 (hHINT1) in complex with adenosine-5′-monophosphate at 1.38Å resolution. Acta Cryst. F 2012, F68: 883-888. (IF 0.506)
  46. A. Krakowiak, I. Fryc: Rodzina białek triady histydynowej (HIT) – aktywność enzymatyczna a funkcja biologiczna. Postępy Biochem. 2012, 58: 302-313.
  47. E. Sochacka, K. Kraszewska, M. Sochacki, M. Sobczak, M. Janicka, B. Nawrot: The 2-thiouridine unit in the RNA strand is desulfured predominantly to 4-pyrimidinone nucleoside under in vitro oxidative stress conditions. Chem. Commun. 2011, 47: 4914–4916. (IF 5.787)
  48. M. Sierant, Xianbin Yang, M. Janicka, Na Li, C. Martinez, T. Hassell, B. Nawrot: siRNAs with Phosphorodithioate Modification. Coll. Symp. Ser. 2011, 12: 135-139.
  49. R. Dolot, M. Ozga, A. Krakowiak, B. Nawrot: High-resolution X-ray structure of the rabbit histidine triad nucleotide-binding protein 1 (rHINT1)-adenosine complex at 1.10 Å resolution. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 2011, 67(Pt 7): 601-607. (IF 6.326)
  50. M. Sierant, A. Paduszynska, J. Kazmierczak-Baranska, B. Nacmias, S. Sorbi, S. Bagnoli, E. Sochacka, B. Nawrot: Specific Silencing of L392V PSEN1 Mutant Allele by RNA Interference. International Journal of Alzheimer’s Disease Volume 2011, Article D809218, 14 pages.
  51. A. Krakowiak, R. Pęcherzewska, R. Kaczmarek, A. Tomaszewska, B. Nawrot, W. J. Stec: Evaluation of influence of Ap(4)A analogues on Fhit-positive HEK293T cells; cytotoxicity and ability to induce apoptosis. Bioorg. Med. Chem. 2011, 19: 5053-5060. (IF 2.978)
  52. B.Nawrot, E. Sochacka, M. Duechler: tRNA structural and functional chanmges induced by oxidative stress. Cell. Mol. Life Sci. 2011, 68(24): 4023-4032 (IF 6.57)
  53. K. Ebenryter, S. Jankowski,J. Karolak-Wojciechowska, A. Fruziński, J. Kaźmierczak-Barańska, B. Nawrot, E. Sochacka: 2-Thiozebularine: base modified nucleoside fully constrained in 3’-endo conformation in solution. Coll. Czech. Chem. Commun. 2011, 76: 1103-1119.
  54. M. Sobczak, K. Kubiak, M. Janicka, M. Sierant, B. Mikołajczyk, W. J. Stec, B. Nawrot: Synthesis, physico-chemical and biological properties of DNA and RNA oligonucleotides containing short non-ionic internucleotide bond. Coll. Czech. Chem. Commun. 2011,76(12)) 1471-1486.
  55. R. Pruzan, D. Zielinska, B. Rebowska-Kocon, B. Nawrot, S. M. Gryaznov: Stereopure oligonucleotide phosphorothioates as human telomerase substrates. New J. Chem. 2010, 34: 870-874. (IF 2.631)
  56. Smuga, K. Majchrzak, E. Sochacka, B. Nawrot: RNA-cleaving deoxyribozyme 10-23 with amino acid-like functionality operates without metal ion cofactors. New J. Chem. 2010, 34: 934-948. (IF 2.631)
  57. J. J. Wrzesinski, A. Wichlacz, D. Nijakowska, B. Rebowska, B. Nawrot, J. Ciesiolka: Phosphate residue of antigenomic HDV ribozyme important for catalysis that are revealed by phosphorothioate modification. New J. Chem. 2010, 34: 1018-1026. (IF 2.631)
  58. M. Sierant, J. Kazmierczak-Baranska, A. Paduszynska, M. Sobczak, A. Pietkiewicz, B. Nawrot: Longer 19-Base pair short interfering RNA Duplexes Rather Than Shorter Duplexes Trigger RNA Interference. Oligonucleotides 2010, 20(4): 199-206. (IF 2.986)
  59. B. Nawrot, M. Sierant, A. Paduszyńska: Emerging drugs and targets for Alzheimer´s disease. Vol.2. RSC Publishing (ed. A. Martinez) chapter 26, 2010, 2: 228-268.
  60. M. Ozga, R. Dolot, M. Janicka, R. Kaczmarek, A. Krakowiak: Histidine triad nucleotide-binding protein 1 (HINT-1) phosphoramidase transforms nucleoside 5′-O-phosphorothioates to nucleoside 5′-O-phosphates. J. Biol. Chem. 2010, 285: 40809-40818. (IF 5.33).
Podziel się

Polecane strony